Virusinaktivierte Hochkonzentrate: Produktionsverfahren und Sicherheit der Verhütung einer HIV-Infektion

  • L. G. Gürtler
  • W. Schramm
Conference paper

Zusammenfassung

Die Herstellung von Gerinnungspräparaten ist von drei Hauptproblemen gekennzeichnet, die in zum Teil konträr wirkender Richtung miteinander verknüpft sind:
  1. 1.

    Faktormenge, d.h. für die Produktion muß genügend Ausgangsplasma (2000–5000 Liter) vorhanden sein, um einen effizienten Herstellungsprozeß einzuleiten [1].

     
  2. 2.

    Faktorreinheit; die Faktor VIII- und IX-Präparate enthalten eine Vielzahl von anderen Proteinen des Plasmas. Die Herstellung und die anschließende Virusinak-tivierung kann zur Proteindenaturierung führen. Über die dauerhafte Zufuhr von strukturell veränderten Proteinen ist eine Immunmodulation im Hämophilie-Patienten zu erwarten.

     
  3. 3.

    Infektiosität. Die Infektiosität der Präparate wird beherrscht auf der einen Seite von dem Phänomen, daß aufgrund der bestehenden Virämie bei einem Spender ein ganzer Pool mit einem Virus verseucht werden kann (NANB-Regel), auf der anderen Seite die meisten möglichen drastischen Verfahren zur Inaktivierung von Viren aufgrund der Labilität der Gerinnungsfaktoren nicht angewendet werden können. Wegen der „Klebrigkeit“ von infektiösen Agentien an Proteinen und Proteinkomplexen können diese Partikel nicht durch einfache biochemische Methoden abgetrennt werden.

     

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Literatur

  1. 1.
    Britten AFH, Ala F, Corman C, Sibinga CTS (1984) Worldwide overview of plasma procurement and fractionation. Scand J Haematol 33 (Suppl 40):479–484CrossRefGoogle Scholar
  2. 2.
    Webster ADB, Dagleish AG, Malkovsky M, Beattie R, Patterson S, Asherson GL, North M, Weiss RA (1986) Isolation of retroviruses from two patients with common variable hypogamma-globulinaemia. Lancet i:581–585CrossRefGoogle Scholar
  3. 3.
    Wells MA, Wittek AE, Epstein JS, Sekura CM, Danile S, Tankersley DL, Preston MS, Quinnan GV (1986) Inactivation and partition of human T-cell lymphotropic virus, type III, during ethanol fractionation of plasma. Transfusion 26:210–213PubMedCrossRefGoogle Scholar
  4. 4.
    McDougal JS, Martin LS, Cort SP, Mozert M, Heidebrant CM, Evatt BL (1985) Thermal inactivation of the acquired immunodeficiency syndrome virus, human T-lymphotropic virus III, lymphadenopathy-associated virus, with special reference to antihemophilic factor. J Clin Invest 76:875–877PubMedCrossRefGoogle Scholar
  5. 5.
    Resnick L, Veren K, Salahuddin SZ, Tondreau S, Markham P (1986) Stability and inactivation of HTLV III/LAV under clinical and laboratory environments. J Am Med Ass 255:1887–1891CrossRefGoogle Scholar
  6. 6.
    Anonymous (1984) Needlestick transmission of HTLV III from a patient infected in Africa. Lancet ii:1376–1377Google Scholar
  7. 7.
    Anderson KC, Gorgone BC, Marlink RG, Feriani R, Essex ME, Benz PM, Groopman JE (1986) Transfusion-acquired human immunodeficiency virus infection among immunocompromised persons. Ann Int Med 105:519–527PubMedGoogle Scholar
  8. 8.
    Neisson-Vernant O, Arfi S, Mathez D, Leibowitch J, Monplaisir N (1986) Needlestick HIV seroconversion in a nurse. Lancet ii:814CrossRefGoogle Scholar
  9. 9.
    Oksenhendler E, Harzic M, LeRoux JM, Rabian C, Clauvel JP (1986) HIV infection with seroconversion after a superficial needlestick injury to the finger. Lancet ii:582Google Scholar
  10. 10.
    Stricof RL, Morse DL (1986) HTLV III/LAV seroconversion following a deep intramuscular needlestick injury. New Engl J Med 314:1115PubMedGoogle Scholar
  11. 11.
    Koenig ER, Gautier T, Levy JA (1986) Unusual transfamilial transmission of human immunodeficiency viruss. Lancet ii:627CrossRefGoogle Scholar
  12. 12.
    CDC (1985) Acquired immune deficiency syndrome (AIDS) update: evaluation of LAV/HTLV III infection in health care personnel. Weekly Epid Rec 60:321–328Google Scholar
  13. 13.
    MacDonald KL, Danila RN, Osterholm MT (1986) Infection with human T-lymphotropic virus type III/lymphadenopathy associated virus: considerations for transmission in the child day care setting. Rev Infect Dis 8:606–612PubMedCrossRefGoogle Scholar
  14. 14.
    White GC, Matthews TJ, Weinhold KJ, Haynes BF, Cormartie HLR, McMillan CW, Bolognesi DP (1986) HTLV-III seroconversion associated with heat-treated Factor VIII concentrate. Lancet i:611–612CrossRefGoogle Scholar
  15. 15.
    van den Berg W, ten Cate JW, Breedeveld C, Goudsmit J (1986) Seroconversion to HTLV III in haemophiliacs given heat-treated factor VIII concentrate. Lancet i: 803–804CrossRefGoogle Scholar
  16. 16.
    Prince AM, Stephan W, Brotman B (1983) β-propriolacton/ultraviolett irradiation: a review of its effectiveness for inactivation of viruses in blood derivatives. Rev Infect Dis 5:92–107PubMedCrossRefGoogle Scholar
  17. 17.
    Prince AM, Horowitz B, Brotman B (1986) Sterilisation of hepatitis B and HTLV-III viruses by exposure to Tri(ubutyl)phosphate and sodiumcholate. Lancet i:706–710CrossRefGoogle Scholar
  18. 18.
    Rousell RH (1986) Heat treatment of factor VIII concentrate. Lancet ii:1389CrossRefGoogle Scholar
  19. 19.
    Goedert JJ (1986) Testing for human immunodeficiency virus. Annal Int Med 105:609–610Google Scholar
  20. 20.
    Prince AM (1986) Effect of heat treatment of lyophilised blood derivatives on infectivity of human immunodeficiency. Lancet ii:1280CrossRefGoogle Scholar

Copyright information

© Springer-Verlag Berlin Heidelberg 1988

Authors and Affiliations

  • L. G. Gürtler
    • 1
  • W. Schramm
    • 1
  1. 1.MünchenDeutschland

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